Респирометрия

Респирометрия — общий термин, охватывающий ряд методов получения оценок скорости метаболизма позвоночных беспозвоночных , , калориметрии растений , тканей, клеток или микроорганизмов посредством косвенного измерения теплопродукции ( ) .

Скорость метаболизма у цельных животных

Метаболизм животного оценивают путем определения скорости образования углекислого газа (VCO ₂ ) и потребления кислорода (VO ₂ ) отдельными животными либо в закрытой, либо в открытой респирометрической системе. Обычно получают два показателя: стандартный (SMR) или базальный уровень метаболизма (BMR) и максимальный уровень ( VO2max ). SMR измеряется, когда животное находится в состоянии покоя (но не спит) в конкретной лаборатории (температура, гидратация) и в условиях, специфичных для субъекта (например, размер или аллометрия) . ^[1]), возраст, репродуктивный статус, постабсорбционный период, чтобы избежать термического воздействия пищи ). ^[2] VO ₂ max обычно определяется во время аэробных упражнений на физиологическом уровне или близком к нему. ^[3] Напротив, скорость полевого метаболизма (FMR) относится к скорости метаболизма безудержного, активного животного в природе. ^[4] Коэффициент метаболизма всего животного относится к этим показателям без поправки на массу тела. Если значения SMR или BMR разделить на значение массы тела животного, то показатель называется массоспецифичным. Именно это значение удельной массы обычно можно услышать при сравнении видов. ^[5]

Закрытая респирометрия

Респирометрия зависит от принципа «то, что входит, должно выйти». ^[6] Сначала рассмотрим закрытую систему. Представьте, что мы помещаем мышь в герметичный контейнер. Запечатанный в контейнере воздух изначально содержит тот же состав и пропорции газов, которые присутствовали в помещении: 20,95 % O ₂ , 0,04 % CO ₂ , водяной пар (точное количество зависит от температуры воздуха, см. точку росы ), 78 %. (приблизительно) N ₂ , 0,93% аргона и различные примеси газов, составляющие остальную часть (см. Атмосфера Земли ). С течением времени мышь в камере производит CO ₂ и водяной пар, но извлекает O ₂ из воздуха пропорционально своим метаболическим потребностям. Следовательно, пока мы знаем объем системы, разница между концентрациями O ₂ и CO ₂ в начале, когда мы запечатывали мышь в камеру (базовые или эталонные условия), по сравнению с количествами, присутствующими после того, как мышь Вдохнувший воздух в более позднее время, должно быть количество CO ₂ /O _2, произведенное/потребленное мышью . Азот и аргон являются инертными газами, поэтому их фракционные количества не изменяются при дыхании мыши. В закрытой системе окружающая среда со временем станет гипоксический .

Открытая респирометрия

Для открытой системы конструктивные ограничения включают характеристики промывания камеры для животных и чувствительность газоанализаторов. ^[7]^[8] Однако основной принцип остается прежним: то, что входит, должно выйти. Основное различие между открытой и закрытой системой заключается в том, что открытая система пропускает воздух через камеру (т. е. воздух проталкивается или втягивается насосом) со скоростью, которая постоянно пополняет запасы O _2, истощенные животным, одновременно удаляя CO ₂ и воду. пар, выделяемый животным. Объемная скорость потока должна быть достаточно высокой, чтобы животное никогда не потребляло весь кислород, присутствующий в камере, и в то же время скорость должна быть достаточно низкой, чтобы животное потребляло достаточно O ₂ для обнаружения. 20 г Для мыши массой скорость потока около 200 мл/мин через контейнеры емкостью 500 мл обеспечит хороший баланс. При такой скорости потока в камеру подается около 40 мл О ₂ и весь объем воздуха в камере обменивается в течение 5 минут. Для других более мелких животных объем камеры может быть намного меньше, и скорость потока также будет уменьшена. Обратите внимание, что для теплокровных или эндотермических животных ( птиц и млекопитающих ), размеры камер и/или скорость потока будут выбраны с учетом их более высоких скоростей метаболизма.

Расчеты

Расчет скоростей VO ₂ и/или VCO ₂ требует знания скоростей потока в камеру и из нее, а также фракционных концентраций газовых смесей в камеру для животных и из нее. Как правило, скорость метаболизма рассчитывается из стационарных условий (т. е. скорость метаболизма животного считается постоянной). ^[9]^[10]). Чтобы узнать скорость потребления кислорода , необходимо знать расположение расходомера относительно камеры животного (если он установлен перед камерой, расходомер находится «вверх по потоку», если установлен после камеры, расходомер находится «вниз по потоку»). "), и присутствуют ли химически активные газы (например, CO ₂ , вода , метан , см. инертный газ ).

Для открытой системы с расходомером на входе, вода (например, безводный сульфат кальция ) и CO ₂ удаляются перед анализатором кислорода , подходящее уравнение:

{\ce {VO2={\frac {{\mathit {FR}}\cdot ({\mathit {F}}_{in}O2-{\mathit {F}}_{ex}O2)}{1-{\mathit {F}}_{ex}O2}}}}

Для открытой системы с расходомером на выходе, вода и CO ₂ удаляются перед анализатором кислорода , подходящее уравнение:

{\ce {VO2={\frac {{\mathit {FR}}\cdot ({\mathit {F}}_{in}O2-{\mathit {F}}_{ex}O2)}{1-{\mathit {F}}_{in}O2}}}}

где

FR — объемный расход, приведенный к STP (см. Стандартные условия для температуры и давления ).
F _в O ₂ представляет собой дробное количество кислорода, присутствующего в текущем воздушном потоке (базовый или эталонный уровень), и
F _ex O ₂ представляет собой дробное количество кислорода, присутствующего в текущем потоке воздуха (то, что животное потребило относительно исходного уровня в единицу времени).

Например, значения BMR у мыши весом 20 г ( Mus musculus ) могут составлять FR = 200 мл/мин, а показания фракционной концентрации O ₂ из анализатора кислорода составляют F _in O ₂ = 0,2095, F _ex O ₂ = 0,2072. . Расчетная скорость потребления кислорода составляет 0,58 мл/мин или 35 мл/час. Предполагая, что энтальпия сгорания O ₂ равна 20,1 джоуля на миллилитр, мы тогда рассчитали бы теплопродукцию (и, следовательно, обмен веществ) для мыши как 703,5 Дж/ч.

Респирометрическое оборудование

Для системы с открытым потоком список оборудования и деталей длинный по сравнению с компонентами закрытой системы, но главное преимущество открытой системы заключается в том, что она позволяет непрерывно регистрировать скорость метаболизма. Риск гипоксии также намного меньше в открытой системе.

Насосы для подачи воздуха

Вакуумный насос : насос необходим для подачи (т. е. выше по потоку) или втягивания (т. е. ниже по потоку) воздуха в камеру для животных и через проточную систему респирометрии и через нее.
Насос подвыборки. Для подачи воздуха через анализаторы используется небольшой, стабильный и надежный насос.

Расходомер и контроллеры расхода

Пузырьковые расходомеры. Простой, но очень точный способ измерения скорости потока включает в себя синхронизацию движения пузырьков мыльной пленки вверх по стеклянным трубкам между отметками известного объема. ^[11] Стеклянная трубка подсоединяется снизу (для нагнетательных систем) или вверху (для вытяжных систем) к воздушному потоку. Небольшая резиновая груша- пипетка, прикрепленная к основанию трубки, действует как резервуар и система доставки мыльных пузырей. Операция проста. Сначала намочите поверхность стекла вдоль пути движения пузырьков (например, нажмите на грушу так, чтобы поток воздуха вытолкнул обильное количество мыла вверх по стеклу), чтобы обеспечить поверхность практически без трения. Во-вторых, зажмите луковицу так, чтобы образовался один чистый пузырь. Возьмите секундомер и запишите время, необходимое пузырю для перемещения между отметками на стекле. Запишите объем, записанный на верхней отметке (например, 125 = 125 мл), разделите объем на время, необходимое для прохождения между отметками, и в результате получите скорость потока (мл/с). Эти инструменты можно приобрести в различных источниках, но они также могут быть изготовлены из стеклянных мерных пипеток соответствующего размера .
Акриловые расходомеры: в некоторых случаях при высоких скоростях потока мы можем использовать простые акриловые расходомеры (0–2,5 л/мин) для контроля скорости потока через метаболические камеры. Измерители расположены выше метаболических камер. Расходомеры просты в использовании, но их следует калибровать два раза в день для использования в системе респирометрии: один раз перед началом записи (но после того, как животное было запечатано в камере!!) и еще раз в конце записи (перед тем, как животное удаляется из камеры). Калибровка должна выполняться с помощью пузырькового расходомера, поскольку калибровочные отметки на акриловых расходомерах являются приблизительными. Для правильной калибровки расхода помните, что необходимо регистрировать как барометрическое давление, так и температуру воздуха, проходящего через расходомер (который мы предполагаем равным комнатной температуре).
Массовые расходомеры : уравнения, необходимые для расчета скорости потребления кислорода или производства углекислого газа, предполагают, что скорости потока в камеры и из них точно известны. Мы используем массовые расходомеры, преимуществом которых является определение скорости потока независимо от температуры и давления воздуха. Следовательно, эти скорости потока можно считать скорректированными до стандартных условий (стандартная температура и давление). Мы измеряем и контролируем поток только в одном месте — после камеры. Поэтому мы должны предположить, что скорости притока и оттока одинаковы. Однако при создании системы респирометрии скорость потока необходимо измерять на всех этапах и во всех соединениях, чтобы проверить целостность потока.
Игольчатые клапаны : Массовые расходомеры можно приобрести с контроллерами массового расхода , которые позволяют регулировать расход. Однако они дорогие. Респирометрические исследования часто направлены на измерение более чем одного животного одновременно, что потребует наличия одной камеры на животное и, таким образом, контролируемого потока через каждую камеру. Альтернативным и более экономичным методом регулирования потока может быть использование игольчатых клапанов из нержавеющей или углеродистой стали. Игольчатые клапаны в сочетании с массовыми расходомерами обеспечивают экономичное средство достижения желаемого расхода. Клапаны стоят около 20 долларов.

Трубки и камеры

Трубки и соединения. Для подключения компонентов респирометрической системы к камере для животных и обратно можно использовать различные виды трубок. В зависимости от характеристик системы можно использовать различные виды гибких трубок. Трубки и соединители из ацетила, Bev-A-Line, Kynar, нейлона, Tygon можно использовать в областях системы с низким уровнем окислительной атмосферы (например, только фоновые уровни озона); тефлоновые Если ожидается присутствие значительного количества озона, рекомендуется использовать трубки, поскольку они инертны по отношению к озону. Тефлоновые трубки более дороги и лишены гибкости.
Метаболические камеры: Камеры могут представлять собой стеклянные банки с резиновыми пробками на крышках; шприцы для мелких животных и насекомых; или изготовлен из оргстекла . В идеале камеры должны быть построены из инертных материалов; например, акриловые пластмассы могут поглощать O ₂ и могут быть плохим выбором для респирометрии очень мелких насекомых. ^[12] Камеры должны быть сконструированы таким образом, чтобы обеспечить быстрое перемешивание газов внутри камеры. Простейшей метаболической камерой для мелких позвоночных может быть стеклянная банка с пробкой. Пробки оснащены двумя отверстиями: для линейных соединений предусмотрены короткие удлинители тефлоновых трубок. Удлинители тефлоновой трубки продеваются через переборку, а соединение линии завершается прикреплением небольшого хомута к основанию удлинителя тефлоновой трубки. Кроме того, необходимо предусмотреть расширение впускного отверстия внутри банки — это гарантирует, что выдыхаемые животные газы не смываются входящим потоком. Животное запечатано внутри, а резиновая пробка удерживается на месте ремнями- липучками. Если используется система, расположенная выше по потоку, любая утечка в метаболической камере приведет к потере воздуха животным и, следовательно, к недооценке скорости метаболизма животного. Когда вы закрываете животное внутри метаболической камеры, необходимо обратить внимание на уплотнение. Чтобы обеспечить герметичность перед закрытием крышки, плотно вставьте пробку в банку и убедитесь, что она стоит ровно. Используйте 1–2 ремня (лучше 2) и крепко затяните. Для некоторых целей будут построены акриловые (плексигласовые) камеры, но для обеспечения правильного размещения потребуется точная инженерия; прокладки помогут, а разумное использование плотно прилегающих хомутов сведет утечки к минимуму.
Очистка трубок: Вода до и после камеры для животных должна быть удалена. В одном из вариантов использовалась бы большая акриловая колонка из дриерита (8 меш (шкала) , т.е. относительно крупная) перед нагнетательным насосом, перед камерой для животных) для осушки входящего потока воздуха и несколько трубок с меньшим размером ячеек (10–20, т.е. , относительно мелкий) Дриерит для удаления воды после камеры для животных. Чтобы подготовить чистящую трубку, убедитесь, что на обоих концах трубки имеется небольшое количество ваты, чтобы предотвратить попадание частиц пыли в анализаторы. Используйте небольшое количество ваты, скажем, около 0,005 г, ровно столько, чтобы пыль не попадала в трубки. Большое количество хлопка будет блокировать поток воздуха, когда/если он станет влажным. Насыпьте Дриерит в трубку с помощью воронки, постучите трубкой по верстаку, чтобы зерна плотно упаковались (чтобы увеличить площадь поверхности – воздух + вода прорываются сквозь рыхлый Дриерит, что требует частой смены скрубберов) и закройте небольшим количеством хлопок. Для удаления углекислого газа] до и после камеры для животных используется аскарит II (аскарит II является зарегистрированной торговой маркой компании Arthur H. Thomas Co.). Аскарит II содержит едкий NaOH (поэтому не допускайте попадания его на кожу и держитесь подальше от воды). Чистящую трубку готовят, помещая небольшое количество ваты в конец трубки, заполняя одну треть ее дриеритом размером 10–20 меш, добавляя небольшое количество ваты, затем еще одну треть трубки аскаритом II. еще один слой ваты, затем еще немного дриерита и закройте трубку еще одним небольшим количеством ваты. Постучите трубкой по скамейке по мере добавления каждого слоя, чтобы упаковать зерна. Примечание. Дриерит можно использовать снова и снова (после нагревания в духовке), однако это указывает на то, что при многократном высыхании дриерит потеряет цвет; Аскарит II используется один раз и будет считаться опасные отходы .

Анализаторы

Анализатор углекислого газа : анализаторы CO ₂ обычно используют методы обнаружения на основе инфракрасного излучения, чтобы воспользоваться тем фактом, что CO ₂ поглощает инфракрасный свет и переизлучает свет на немного более длинных волнах. 0,01–10 % _{Панельный измерительный прибор анализатора отображает весь диапазон содержания CO 2} выходное напряжение, пропорциональное концентрации CO _{2 .} , а для записи данных также генерируется
Анализатор кислорода . В анализаторах кислорода, подходящих для респирометрии, используются различные датчики кислорода , в том числе гальванические («температура окружающей среды»), парамагнитные , полярографические ( электроды типа Кларка ) и циркониевые («высокотемпературные») датчики. O ₂ В гальванических анализаторах используется топливный элемент , содержащий кислотный электролит из тяжелого металла , анод и тонкая газопроницаемая мембрана. Поскольку парциальное давление O ₂ вблизи анода равно нулю, O ₂ перемещается 2 к аноду через мембрану со скоростью, пропорциональной парциальному давлению O _{окружающей} среды . Топливный элемент вырабатывает напряжение, линейно пропорциональное парциальному давлению O ₂ на мембране. Пока температура в шкафу стабильна, а поток воздуха через топливный элемент стабилен и находится в пределах допустимого диапазона, отклик будет составлять 0,01% или выше, в зависимости от поддерживающей электроники, программного обеспечения и других факторов.

Наконец, типичным дополнением к системе может стать компьютерная система сбора данных и управления. Вместо самописца непрерывные записи потребления кислорода и/или производства углекислого газа производятся с помощью аналого -цифрового преобразователя, подключенного к компьютеру. Программное обеспечение захватывает, фильтрует, преобразует и отображает сигнал в соответствии с потребностями экспериментатора. Множество компаний и частных лиц обслуживают сообщество респирометров (например, Sable Systems , Qubit Systems, см. также Warthog Systems).

Скорость митохондриального метаболизма

Внутри организма кислород доставляется к клеткам, а внутри клеток — к митохондриям , где он расходуется в процессе производства большей части энергии, необходимой организму.Митохондриальная респирометрия измеряет потребление кислорода митохондриями без участия всего живого животного и является основным инструментом для изучения функции митохондрий. ^[13] Таким респирометрическим исследованиям могут быть подвергнуты три различных типа образцов:изолированные митохондрии (из культур клеток, животных или растений); пермеабилизированные клетки (из клеточных культур); и проницаемые волокна или ткани (от животных). В последних двух случаях клеточная мембрана становится проницаемой за счет добавления химических веществ, избирательно оставляющих митохондриальную мембрану неповрежденной. Следовательно, химические вещества, которые обычно не могут проникнуть через клеточную мембрану, могут напрямую влиять на митохондрии. В результате проницаемости клеточной мембраны клетка перестает существовать как живой, определенный организм, оставляя только митохондрии в качестве все еще функциональных структур.В отличие от респирометрии цельных животных, митохондриальная респирометрия проводится в растворе, т. е. образец суспендируется в среде. Сегодня митохондриальная респирометрия в основном проводится закрытокамерным методом.

Закрытокамерная система

Образец, суспендированный в подходящей среде, помещают в герметично закрытую метаболическую камеру. Митохондрии приводят в определенные «состояния» путем последовательного добавления субстратов или ингибиторов. Поскольку митохондрии потребляют кислород, концентрация кислорода падает. Это изменение концентрации кислорода фиксируется датчиком кислорода в камере. По скорости снижения кислорода (с учетом поправки на диффузию кислорода) можно рассчитать скорость дыхания митохондрий. ^[13]

Приложения

Фундаментальные исследования

Функционирование митохондрий изучается в области биоэнергетики . ^[14] Функциональные различия митохондрий разных видов изучаются методом респирометрии как аспект сравнительной физиологии . ^[15]^[16]

Прикладные исследования

Митохондриальная респирометрия используется для изучения функциональности митохондрий в митохондриальные заболевания или заболевания с (предположительно) сильной связью с митохондриями, например, сахарный диабет 2 типа , ^[17]^[18] ожирение ^[19] и рак . ^[20] Другими областями применения являются, например, спортивная наука и связь между функцией митохондрий и старением . ^[21]

Оборудование

Обычное оборудование включает в себя герметичную метаболическую камеру, датчик кислорода и устройства для записи данных, перемешивания, термостатирования и способа введения химикатов в камеру. Как описано выше, для респирометрии цельных животных выбор материалов очень важен. ^[13] Пластиковые материалы не подходят для использования в камере из-за их способности аккумулировать кислород. полимеры с очень низкой кислородопроницаемостью (например, ПВДФ, в отличие, например, от ПТФЭ Когда использование пластиковых материалов неизбежно (например, для уплотнительных колец, покрытий мешалок или пробок), можно использовать ). Оставшуюся диффузию кислорода в материалы камеры или из них можно устранить путем корректировки измеренных потоков кислорода с учетом инструментального фонового потока кислорода. Весь прибор, включающий в себя упомянутые компоненты, часто называют оксиграфом. Упомянутые выше компании, поставляющие оборудование для респирометрии цельных животных, обычно не занимаются митохондриальной респирометрией. Сообщество обслуживается на самых разных уровнях цен и сложности такими компаниями, как Oroboros Instruments, Hansatech, Respirometer Systems & Applications, YSI Life Sciences или Strathkelvin Instruments.

См. также

Ссылки

^ Уайт, CR и Р. С. Сеймур. 2005. Аллометрическое масштабирование метаболизма млекопитающих. Журнал экспериментальной биологии 208(9):1611–1619.
^ Блакстер, К. 1989. Энергетический обмен у животных и человека . Издательство Кембриджского университета. ISBN 0-521-36931-2
^ Вайбель, ER, и Х. Хоппелер. 2005. Шкала максимальной скорости метаболизма, вызванной физическими упражнениями, с учетом аэробной способности мышц. Журнал экспериментальной биологии 208(9):1635–1644.
^ Надь, К.А., 2005. Скорость метаболизма в поле и размер тела. Журнал экспериментальной биологии 208(9):1621–1625.
^ Макарьева А.М., Горшков В.Г., Ли Б.Л., Чоун С.Л., Райх П.Б. и Гаврилов В.М. (2008). Средние скорости метаболизма, удельные по массе, поразительно схожи во всех основных сферах жизни: свидетельство метаболического оптимума жизни. Труды Национальной академии наук 105(44):16994-16999.
^ Фраппелл, П.Б., Х.А. Блевин и Р.В. Бодинетт. 1989. Понимание респирометрических камер: то, что входит, должно выйти. Журнал теоретической биологии 138 (4): 479–494. ПМИД 2593683
^ Уизерс, ПК 2001. Проектирование, калибровка и расчет систем проточной респирометрии. Австралийский зоологический журнал 49:445–461.
^ Лайтон, JRB 2008. Измерение скорости метаболизма: Руководство для ученых. Издательство Оксфордского университета. ISBN 0-19-531061-6 .
^ Варфоломей, Г.А., Д. Влек и К.М. Влек. 1981. Мгновенные измерения потребления кислорода во время предполетного разогрева и послеполетного охлаждения у сфингид и сатурниид. Журнал экспериментальной биологии 90 (1): 17–32.
^ Пендар, Х., и Соча, Дж.Дж. (2015). Оценка мгновенного газообмена в проточных системах респирометрии: современная версия метода Z-преобразования Бартоломью. PLOS ONE 10(10): e0139508.
^ Леви, А. 1964. Точность метода пузырькового счетчика для измерения расхода газа. Журнал научных инструментов 41 (7): 449–453.
^ Стивенс, ЭД 1992. Использование пластиковых материалов в системах измерения кислорода. Журнал прикладной физиологии 72: 801–804.
^ Перейти обратно: ^а ^б ^с Гнайгер, Э. 2008. Полярографические датчики кислорода, оксиграф и респирометрия высокого разрешения для оценки функции митохондрий. В: Митохондриальная дисфункция при токсичности, вызванной лекарствами (Дайкенс Дж. А. и Уилл Ю., ред.) Джон Уайли: 327–352. ISBN 978-0-470-11131-4
^ Гнайгер Э, редактор (2007) «Митохондриальные пути и контроль дыхания» . OROBOROS MiPNet Publications, Инсбрук, электронное 1-е издание, ISBN 978-3-9502399-0-4
^ Хильдебрандт, Т.М. и Гришабер, М.К., 2008. Три ферментативных действия катализируют окисление сульфида в тиосульфат в митохондриях млекопитающих и беспозвоночных. ФЕБС Дж. (275): 3352–3361.
^ Нанн А. Фанг Н.А., Ричардс Дж.Г. и Шульте1 ПМ 2009. «Объясняют ли свойства митохондрий внутривидовые различия в термоустойчивости?» . Журнал экспериментальной биологии 212:514–522.
^ Филикс Э., Шраувен-Хиндерлинг В.Б., Менсинк М., Ленаерс Э., Микс Р., Хукс Дж., Кои М.Э., Мунен-Корнипс Э., Селс Дж.П., Хесселинк М.К., Шраувен П., 2008 Нижний внутренний АДФ- Стимуляция митохондриального дыхания лежит в основе митохондриальной дисфункции in vivo в мышцах мужчин, больных диабетом 2 типа. Диабет 57(11):2943–9.
^ Кнауф К., Кани П.Д., Айт-Бельгнауи А., Бенани А., Дрей К., Кабу К., Колом А., Улдри М., Растрелли С., Сабатье Э., Годе Н., Вагет А., Пенико Л., Валет П., Бурселин Р., 2008. Передача сигналов глюкагоноподобного пептида 1 в мозге контролирует возникновение резистентности к инсулину, вызванной диетой с высоким содержанием жиров, и снижает затраты энергии. Эндокринология 149: 4768–4777.
^ Хукс Дж., Бриеде Дж. Дж., де Фогель Дж., Шаарт Г., Наббен М., Мунен-Корнипс Э., Хесселинк М.К., Шраувен П., 2008. Митохондриальная функция, содержание и выработка АФК в скелетных мышцах крыс: влияние кормление с высоким содержанием жиров. ФЭБС Летт. 582:510–516.
^ Увеличение митохондриального биогенеза, окислительного стресса и гликолиза при лимфомах мышей.Энрике Сампера, Э., Моргадоб, Л., Эстрадаб, Дж.К., Бернадб, А., Хуббарда, А., Сусана Каденас, С. и Мелова С., 2009. Увеличение митохондриального биогенеза, окислительного стресса и гликолиза при мышиных лимфомах. . Свободнорадикальная биология и медицина 46(3): 387–396.
^ Хаттер Э., Унтерлуггауэр Х., Гаредью А., Янсен-Дурр П. и Гнайгер Э. 2006. Респирометрия высокого разрешения – современный инструмент исследования старения. Эксп. Геронтол. 41:103–109.

Внешние ссылки

[1] Уайт, CR и Р. С. Сеймур. 2005. Аллометрическое масштабирование метаболизма млекопитающих. Журнал экспериментальной биологии 208(9):1611–1619.

[2] Блакстер, К. 1989. Энергетический обмен у животных и человека . Издательство Кембриджского университета. ISBN 0-521-36931-2

[3] Вайбель, ER, и Х. Хоппелер. 2005. Шкала максимальной скорости метаболизма, вызванной физическими упражнениями, с учетом аэробной способности мышц. Журнал экспериментальной биологии 208(9):1635–1644.

[4] Надь, К.А., 2005. Скорость метаболизма в поле и размер тела. Журнал экспериментальной биологии 208(9):1621–1625.

[5] Макарьева А.М., Горшков В.Г., Ли Б.Л., Чоун С.Л., Райх П.Б. и Гаврилов В.М. (2008). Средние скорости метаболизма, удельные по массе, поразительно схожи во всех основных сферах жизни: свидетельство метаболического оптимума жизни. Труды Национальной академии наук 105(44):16994-16999.

[6] Фраппелл, П.Б., Х.А. Блевин и Р.В. Бодинетт. 1989. Понимание респирометрических камер: то, что входит, должно выйти. Журнал теоретической биологии 138 (4): 479–494. ПМИД 2593683

[7] Уизерс, ПК 2001. Проектирование, калибровка и расчет систем проточной респирометрии. Австралийский зоологический журнал 49:445–461.

[8] Лайтон, JRB 2008. Измерение скорости метаболизма: Руководство для ученых. Издательство Оксфордского университета. ISBN 0-19-531061-6 .

[9] Варфоломей, Г.А., Д. Влек и К.М. Влек. 1981. Мгновенные измерения потребления кислорода во время предполетного разогрева и послеполетного охлаждения у сфингид и сатурниид. Журнал экспериментальной биологии 90 (1): 17–32.

[10] Пендар, Х., и Соча, Дж.Дж. (2015). Оценка мгновенного газообмена в проточных системах респирометрии: современная версия метода Z-преобразования Бартоломью. PLOS ONE 10(10): e0139508.

[11] Леви, А. 1964. Точность метода пузырькового счетчика для измерения расхода газа. Журнал научных инструментов 41 (7): 449–453.

[12] Стивенс, ЭД 1992. Использование пластиковых материалов в системах измерения кислорода. Журнал прикладной физиологии 72: 801–804.

[Gnaiger_2008-13] Перейти обратно: ^а ^б ^с Гнайгер, Э. 2008. Полярографические датчики кислорода, оксиграф и респирометрия высокого разрешения для оценки функции митохондрий. В: Митохондриальная дисфункция при токсичности, вызванной лекарствами (Дайкенс Дж. А. и Уилл Ю., ред.) Джон Уайли: 327–352. ISBN 978-0-470-11131-4

[14] Гнайгер Э, редактор (2007) «Митохондриальные пути и контроль дыхания» . OROBOROS MiPNet Publications, Инсбрук, электронное 1-е издание, ISBN 978-3-9502399-0-4

[15] Хильдебрандт, Т.М. и Гришабер, М.К., 2008. Три ферментативных действия катализируют окисление сульфида в тиосульфат в митохондриях млекопитающих и беспозвоночных. ФЕБС Дж. (275): 3352–3361.

[16] Нанн А. Фанг Н.А., Ричардс Дж.Г. и Шульте1 ПМ 2009. «Объясняют ли свойства митохондрий внутривидовые различия в термоустойчивости?» . Журнал экспериментальной биологии 212:514–522.

[17] Филикс Э., Шраувен-Хиндерлинг В.Б., Менсинк М., Ленаерс Э., Микс Р., Хукс Дж., Кои М.Э., Мунен-Корнипс Э., Селс Дж.П., Хесселинк М.К., Шраувен П., 2008 Нижний внутренний АДФ- Стимуляция митохондриального дыхания лежит в основе митохондриальной дисфункции in vivo в мышцах мужчин, больных диабетом 2 типа. Диабет 57(11):2943–9.

[18] Кнауф К., Кани П.Д., Айт-Бельгнауи А., Бенани А., Дрей К., Кабу К., Колом А., Улдри М., Растрелли С., Сабатье Э., Годе Н., Вагет А., Пенико Л., Валет П., Бурселин Р., 2008. Передача сигналов глюкагоноподобного пептида 1 в мозге контролирует возникновение резистентности к инсулину, вызванной диетой с высоким содержанием жиров, и снижает затраты энергии. Эндокринология 149: 4768–4777.

[19] Хукс Дж., Бриеде Дж. Дж., де Фогель Дж., Шаарт Г., Наббен М., Мунен-Корнипс Э., Хесселинк М.К., Шраувен П., 2008. Митохондриальная функция, содержание и выработка АФК в скелетных мышцах крыс: влияние кормление с высоким содержанием жиров. ФЭБС Летт. 582:510–516.

[20] Увеличение митохондриального биогенеза, окислительного стресса и гликолиза при лимфомах мышей.Энрике Сампера, Э., Моргадоб, Л., Эстрадаб, Дж.К., Бернадб, А., Хуббарда, А., Сусана Каденас, С. и Мелова С., 2009. Увеличение митохондриального биогенеза, окислительного стресса и гликолиза при мышиных лимфомах. . Свободнорадикальная биология и медицина 46(3): 387–396.

[21] Хаттер Э., Унтерлуггауэр Х., Гаредью А., Янсен-Дурр П. и Гнайгер Э. 2006. Респирометрия высокого разрешения – современный инструмент исследования старения. Эксп. Геронтол. 41:103–109.

[1]

[2]

[3]

[4]

[5]

[6]

[7]

[8]

[9]

[10]

[11]

[12]

[13]

[14]

[15]

[16]

[17]

[18]

[19]

[20]

[21]