Cyanidioschyzon
| Cyanidioschyzon | |
|---|---|
| |
Научная классификация 
| |
| Клада : | Архапластида |
| Разделение: | Родофита |
| Сорт: | Cyanidiophyceae |
| Заказ: | Cyanidiales |
| Семья: | Cyanidiaceae |
| Род: | Cyanidioschyzon |
| Разновидность: | C. Merola
|
| Биномиальное название | |
| Cyanidioschyzon Merolae P.De Luca, R.Taddei & L.Varano, 1978 [ 1 ]
| |
Cyanidioschyzon Merolae представляет собой небольшую (2 мкМ), клубную, одноклеточную гаплоидную красную водоросль, адаптированную к средам горячих источников с высоким содержанием серы (pH 1,5, 45 ° C). [ 2 ] [ 3 ] Клеточная архитектура C. merolae чрезвычайно проста, содержащей только один хлоропласт и один митохондрион и отсутствие вакуоли и клеточной стенки . [ 4 ] Кроме того, дивизии клеток и органелле могут быть синхронизированы. По этим причинам C. merolae считается превосходной модельной системой для изучения процессов клеточного и органелле, а также биохимии и структурной биологии . [ 5 ] [ 6 ] [ 7 ] организма Геном был первым полным геномом водорослей, который был секвенирован в 2004 году; [ 8 ] Его пластид был секвенирован в 2000 и 2003 годах, а его митохондрион в 1998 году. [ 9 ] Организм считался самым простым из эукариотических клеток для ее минималистской клеточной организации. [ 10 ]
Изоляция и рост культуры
[ редактировать ]Первоначально изолирован Де Лука в 1978 году от сольфатановых фумаролов из Кампи Флэгрей ( Неаполь, Италия ), [ 2 ] C. Merolae можно выращивать в культуре в лаборатории в модифицированной среде Аллена (MA) [ 7 ] или модифицированная форма с двойной концентрацией некоторых элементов, называемых MA2. [ 10 ] [ 12 ] Используя среду MA, темпы роста не особенно быстрой, с временем удвоения (время, которое требуется культурой микробов, чтобы удвоить в клетках на единицу объема) приблизительно 32 часа. [ 7 ] Используя более оптимальную среду MA2, это может быть сокращено до 24 часов. [ 7 ] Культивирование выполняется при 42 ° C (108 ° F) при белом флуоресцентном свете с приблизительной интенсивностью 50 мкмоль фотонов m −2 с −1 (мне). [ 10 ] Однако при более высокой интенсивности света 90 мкE с 5% CO 2 , применяемым пузырьком, скорость роста C. merolae может быть дополнительно увеличена, с временем удвоения приблизительно 9,2 часа. [ 7 ] Более высокий свет не обязательно полезен, так как выше 90 мке скорость роста начинает уменьшаться. [ 7 ] Это может быть связано с фотодамом, возникающим в фотосинтетическом аппарате. C. Merolae также можно выращивать на пластинах с геллан -резинками для целей выбора колоний или поддержания штамма в лаборатории. [ 7 ] C. Merolae является облигатным кислородом фототроф , а это означает, что он не способен получить фиксированный углерод из окружающей среды и должен полагаться на кислородный фотосинтез, чтобы исправить углерод из CO 2 . [ 10 ]
Геном
[ редактировать ]16,5 пары Геном мегабазы C. merolae был секвенирован в 2004 году. [ 3 ] Сниженный, чрезвычайно простой, компактный геном состоит из 20 хромосом и было обнаружено, что содержит 5331 гена, из которых было обнаружено 86,3%, и только 26 содержат интроны , которые содержали строгие консенсусные последовательности. [ 3 ] Поразительно, геном C. merolae содержит только 30 генов тРНК и чрезвычайно минимальное количество копий гена рибосомальной РНК , [ 3 ] Как показано в таблице сравнения генома . Уменьшенный характер генома привел к нескольким другим необычным особенностям. В то время как большинство эукариот содержат 10 или около того копий динаминов, необходимых для зажигания мембран для разделения делящихся отсеков, C. merolae содержит только два, [ 3 ] Факт, который исследователи воспользовались преимуществами при изучении отделения органелле.
Хотя обладает небольшим геномом, [ 8 ] Геном хлоропласта C. merolae содержит много генов, не присутствующих в геномах хлоропластов других водорослей и растений. [13] Most of its genes are intronless.[8]
Molecular biology
[edit]As is the case with most model organisms, genetic tools have been developed in C. merolae. These include methods for the isolation of DNA and RNA from C. merolae, the introduction of DNA into C. merolae for transient or stable transformation, and methods for selection including a uracil auxotroph that can be used as a selection marker.
DNA isolation
[edit]Several methods, derived from cyanobacterial protocols, are used for the isolation of DNA from C. merolae.[10][14] The first is a hot phenol extraction, which is a quick extraction that can be used to isolate DNA suitable for DNA amplification polymerase chain reaction (PCR),[10][15] wherein phenol is added to whole cells and incubated at 65 °C to extract DNA.[10] If purer DNA is required, the Cetyl trimethyl ammonium bromide (CTAB) method may be employed. In this method, a high-salt extraction buffer is first applied and cells are disrupted, after which a chloroform-phenol mixture is used to extract the DNA at room temperature.[10]
RNA isolation
[edit]Total RNA may be extracted from C. merolae cells using a variant of the hot phenol method described above for DNA.[10]
Protein extraction
[edit]As is the case for DNA and RNA, the protocol for protein extraction is also an adaptation of the protocol used in cyanobacteria.[10][16] Cells are disrupted using glass beads and vortexing in a 10% glycerol buffer containing the reducing agent DTT to break disulfide bonds within proteins.[10] This extraction will result in denatured proteins, which can be used in SDS-PAGE gels for Western blotting and Coomassie staining.
Transformant selection and uracil auxotrophic line
[edit]C. merolae is sensitive to many antibiotics commonly used for selection of successfully transformed individuals in the laboratory, but it resistant to some, notably ampicillin and kanamycin.[7][17]
A commonly used selection marker for transformation in C. merolae involves a uracil auxotroph (requiring exogenous uracil). The mutant was developed by growing C. merolae in the presence of a compound, 5-FOA, which in and of itself is non-toxic but is converted to the toxic compound 5-Fluorouracil by an enzyme in the uracil biosynthetic pathway, orotidine 5'-monophosphate (OMP) decarboxylase, encoded by the Ura5.3 gene.[7] Random mutation led to several loss-of-function mutants in Ura5.3, which allowed cells to survive in the presence of 5-FOA as long as uracil was provided.[7] By transforming this mutant with a PCR fragment carrying both a gene of interest and a functional copy of Ura5.3, researchers can confirm that the gene of interest has been incorporated into the C. merolae genome if it can grow without exogenous uracil.
Polyethylene glycol (PEG) mediated transient expression
[edit]While chromosomal integration of genes creates a stable transformant, transient expression allows short-term experiments to be done using labeled or modified genes in C. merolae. Transient expression can be achieved using a polyethylene glycol (PEG) based method in protoplasts (plant cells with the rigid cell wall enzymatically eliminated), and because C. merolae lacks a cell wall, it behaves much as a protoplast would for transformation purposes.[12] To transform, cells are briefly exposed to 30% PEG with the DNA of interest, resulting in transient transformation.[12] In this method, the DNA is taken up as a circular element and is not integrated into the genome of the organism because no homologous regions exist for integration.
Gene targeting
[edit]To create a stable mutant line, gene targeting can be used to insert a gene of interest into a particular location of the C. merolae genome via homologous recombination. By including regions of DNA several hundred base pairs long on the ends of the gene of interest that are complementary to a sequence within the C. merolae genome, the organism's own DNA repair machinery can be used to insert the gene at these regions.[18] The same transformation procedure as is used for transient expression can be used here, except with the homologous DNA segments to allow for genome integration.[18]
Studying cell and organelle divisions
[edit]The extremely simple divisome, simple cell architecture, and ability to synchronize divisions in C. merolae makes it the perfect organism for studying mechanisms of eukaryotic cell and organelle division.[3][6] Synchronization of the division of organelles in cultured cells can be very simple and usually involves the use of light and dark cycles. The chemical agent aphidicolin can be added to easily and effectively synchronize chloroplast division.[19] The peroxisome division mechanism was first ascertained using C. merolae as a system,[20] where peroxisome division can be synchronized using the microtubule-disrupting drug oryzalin in addition to light-dark cycles.[20]
Photosynthesis research
[edit]C. merolae is also used in researching photosynthesis. Notably, the subunit composition of the photosystems in C. merolae has some significant differences from that of other related organisms.[21][22] Photosystem II (PSII) of C. merolae, as might be expected, has a particularly unusual pH range in which it can function.[21][23] Despite the fact that the mechanism of PSII requires protons to be quickly released, and lower pH solutions should alter the ability to do this, C. merolae PSII is capable of exchanging and splitting water at the same rate as other related species.[21]
See also
[edit]External links
[edit]Guiry, M.D.; Guiry, G.M. "Cyanidioschyzon merolae". AlgaeBase. World-wide electronic publication, National University of Ireland, Galway.
References
[edit]- ^ «Cyanidioschyzon merolae»: a new alga of thermal acidic environments. P De Luca, R Taddei and L Varano, Webbia, 1978
- ^ Jump up to: a b De Luca P; Taddei R; Varano L (1978). "Cyanidioschyzon merolae »: a new alga of thermal acidic environments". Journal of Plant Taxonomy and Geography. 33 (1): 37–44. doi:10.1080/00837792.1978.10670110. ISSN 0083-7792.
- ^ Jump up to: a b c d e f Matsuzaki M; Misumi O; Shin-i T; Maruyama S; Takahara M; Miyagishima S; Mori T; Nishida K; Yagisawa F; Nishida K; Yoshida Y; Nishimura Y; Nakao S; Kobayashi T; Momoyama Y; Higashiyama T; Minoda A; Sano M; Nomoto H; Oishi K; Hayashi H; Ohta F; Nishizaka S; Haga S; Miura S; Morishita T; Kabeya Y; Terasawa K; Suzuki Y; Ishii Y; Asakawa S; Takano H; Ohta N; Kuroiwa H; Tanaka K; Shimizu N; Sugano S; Sato N; Nozaki H; Ogasawara N; Kohara Y; Kuroiwa T (2004). "Genome sequence of the ultrasmall unicellular red alga Cyanidioschyzon merolae 10D". Nature. 428 (6983): 653–657. doi:10.1038/nature02398. PMID 15071595.
- ^ Robert Edward Lee (1999). Phycology. Cambridge University Press.
- ^ Kuroiwa T; Kuroiwa H; Sakai A; Takahashi H; Toda K; Itoh R (1998). "The division apparatus of plastids and mitochondria". Int. Rev. Cytol. International Review of Cytology. 181: 1–41. doi:10.1016/s0074-7696(08)60415-5. ISBN 9780123645852. PMID 9522454.
- ^ Jump up to: a b Kuroiwa (1998). "The primitive red algae Cyanidium caldarium and Cyanidioschyzon merolae as model system for investigating the dividing apparatus of mitochondria and plastids". BioEssays. 20 (4): 344–354. doi:10.1002/(sici)1521-1878(199804)20:4<344::aid-bies11>3.0.co;2-2.
- ^ Jump up to: a b c d e f g h i j Minoda A; Сакагами Р; Ягисава Ф; Kuroiwa t; Танака К (2004). «Улучшение условий культивирования и доказательства ядерной трансформации гомологичной рекомбинацией в красной водоросли, Cyanidioschyzon Merolae 10d» . Plant Cell Physiol . 45 (6): 667–671. doi : 10.1093/pcp/pch087 . PMID 15215501 .
- ^ Jump up to: а беременный в Matsuzaki, M.; и др. (2004). «Последовательность генома ультразматного одноклеточного красной водорослей Cyanidoschyzon Merolae 10d» . Природа . 428 (6983): 653–657. doi : 10.1038/nature02398 . PMID 15071595 .
- ^ Барбье, Гийом; и др. (2005). «Сравнительная геномика двух близкородственных одноклеточных термо-асидофильных красных водорослей, галдьерии серы и цианидиосизон мерелы , выявляют молекулярную основу метаболической гибкости в галдьерии и значительных различий в метаболизме карбогидрата в обоих алгерах» . Физиология растений . 137 (2): 460–474. doi : 10.1104/pp.104.051169 . PMC 1065348 . PMID 15710685 .
- ^ Jump up to: а беременный в дюймовый и фон глин час я Дж k Kobayashi y; Онума М; Kuroiwa t; Танака К; Hanaoka M (2010). «Основы культивирования и молекулярного генетического анализа одноклеточной красной водоросли Cyanidoschyzon Merolae ». Журнал эндоцитобиоза и исследований клеток . 20 : 53–61.
- ^ Jump up to: а беременный Castenholz RW; McDermott TR (2010). «Cyanidiales: экология, биоразнообразие и биогеография». В Seckbach J; Чепмен DJ (ред.). Красные водоросли в геномном эпохе . С. 357–371.
- ^ Jump up to: а беременный в Онума М; Йокояма Т; Inouye t; Секин Y; Танака К (2008). «Полиэтиленгликоль (PEG)-опосредованная экспрессия переходных генов в красной водоросли, Cyanidioschyzon Merolae 10D» . Plant Cell Physiol . 49 (1): 117–120. doi : 10.1093/pcp/pcm157 . PMID 18003671 .
- ^ Ohta, n; Мацузаки, м; Misumi, o; Миягишима, Sy; Носаки, ч; Танака, К; Shin-I, T; Кохара, y; Kuroiwa, T (2003). «Полный секвенированный анализ пластидного генома одноклеточной красной водорослей Cyanidoschyzon Merolae» . ДНК -исследования . 10 (2): 67–77. doi : 10.1093/dnares/10.2.67 . PMID 12755171 .
- ^ Имамура; Йошихара С; Накано с; Shiozaki n; Ямада А; Танака К; Такахаши Х; Асаяма М; Ширай М (2003). «Очистка, характеристика и экспрессия генов всех сигма -факторов РНК -полимеразы в цианобактерии». J. Mol. Биол . 325 (5): 857–872. doi : 10.1016/s0022-2836 (02) 01242-1 . PMID 12527296 .
- ^ Kobayashia y; Канезакия Y; Танакаб а; Kuroiwac h; Kuroiwac t; Танака К (2009). «Сигнал тетрапиррола как координатор клеточного цикла от органелле до репликации ядерной ДНК в растительных клетках» . Прокурор Нат. Академический Наука 106 (3): 803–807. doi : 10.1073/pnas.0804270105 . PMC 2625283 . PMID 19141634 .
- ^ Имамура; Hanaoka M; Танака К (2008). «Белок, связанный с TFIIB, специфичный для растений PBRP, является общим транскрипционным фактором для РНК -полимеразы I» . Embo j . 27 (17): 2317–2327. doi : 10.1038/emboj.2008.151 . PMC 2529366 . PMID 18668124 .
- ^ Бисайя Ф; Нишида К; Окано y; Minoda A; Тина К; Следуйте T (2004). «Выделение циклогексимид-резистентных мутантов Cyanidoschyzon Merolae » . Цитология 69 : 97–1 doi : 10.1508/cytolog .
- ^ Jump up to: а беременный Fujiwara t; Онума М; Йошида М; Kuroiwa t; Хирано Т (2013). «Нацеливание на генов в красной водоросли Cyanidoschyzon Merolae : вставка с одной и многократной копией с использованием аутентичных и химерных маркеров отбора» . Plos один . 8 (9): E73608. doi : 10.1371/journal.pone.0073608 . PMC 3764038 . PMID 24039997 .
- ^ Теруи; Suzuki k; Такахиаши H; Itoh r; Kuroiwa T (1995). «Высокая синхронизация деления хлоропласта в ультрамикро-альга -цианидисизизоне Merolae при лечении как светом, так и афидиколином». J. Phycol . 31 : 958–961. doi : 10.1111/j.0022-3646.1995.00958.x . S2CID 84124611 .
- ^ Jump up to: а беременный Imoto y; Kuroiwa h; Йошида Y; Онума М; Fujiwara t; Йошида М; Нишида К; Yagisaw F; Хирока С; Miyagishima S; Неправильно o; Кавано S; Kuroiwa T (2013). отделение пероксисомы Revesion Revesion Revesion Revesion Revesion Revesion of Dynamin Machinery» « Ограниченное Прокурор Нат. Академический Увлечения 110 (23): 9583–9 Doi : 10.1073/ pnas.1303483110 3677435PMC 23696667PMID
- ^ Jump up to: а беременный в Нильссон H; Krupnik T; Каргул Дж; Мессингер Дж. (2014). «Субстратный обмен водой в ядрах фотосистемы II экстремофильных красных водорослей Cyanidioschyzon Merolae » . Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Биоэнергетика . 1837 (8): 1257–1262. doi : 10.1016/j.bbabio.2014.04.001 . PMID 24726350 .
- ^ Bricker TM; Руз JL; Fagerlund Rd; Франкель Л.К.; Eaton-Rye JJ (2012). «Внешние белки фотосистемы II» . Биохим. Биофиз. Акт . 1817 (1): 121–142. doi : 10.1016/j.bbabio.2011.07.006 . PMID 21801710 .
- ^ Krupnik T; Котабова E; van bezouwen ls; Мазур Р; Гарстка М; Никсон П.Дж.; Парикмахер J; Кана Р; Boekema EJ; Каргул Дж. (2013). «Механизм фотозависимости, зависящий от реакции, в очень надежной фотосистеме II из экстремофильной красной водоросли, Cyanidoschyzon Merolae » . Дж. Биол. Химический 288 (32): 23529–23542. doi : 10.1074/jbc.m113.484659 . PMC 5395030 . PMID 23775073 .